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May 01, 2024

Entwicklung des Sabin-Polio-Virus-Proteins 1 (VP1) bei Patienten mit akuter schlaffer Lähmung von 2010 bis 2016 in Uganda

Virology Journal Band 20, Artikelnummer: 172 (2023) Diesen Artikel zitieren 78 Zugriffe auf 2 Altmetric Metrics-Details Akute schlaffe Lähmung (AFP) ist eine seltene Nebenwirkung der oralen Polioimpfung, kann aber auftreten

Virology Journal Band 20, Artikelnummer: 172 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Akute schlaffe Paralyse (AFP) ist eine seltene Nebenwirkung der oralen Polioimpfung, kann jedoch bei Patienten, die zirkulierende Polioviren (cVDPV) tragen, mit Ausbrüchen und dauerhaften Behinderungen einhergehen. Angesichts der Fortschritte bei der Abschaffung der Kinderlähmung verursachen cVDPVs Ausbrüche und verlangsamen den Prozess der Ausrottung der Kinderlähmung. Das Poliovirus-Protein 1 (VP1) enthält die Bindungsstelle, die für die Virusübertragung von entscheidender Bedeutung ist. Das Verständnis der Entwicklung von VP1 bei AFP-Patienten könnte mehr Einblick in die frühen Ereignisse von cVDPVs liefern. Polioviren wurden mithilfe von Zellkulturen aus Stuhlproben von AFP-Patienten identifiziert; und bestätigt durch die intratypische Echtzeit-RT-PCR-Differenzierung und durch Impfstoffe abgeleitete Poliovirus-Assays. Neunundsiebzig (79) Sabin-like Poliovirus 1 (SL1) und 86 Sabin-like Poliovirus 3 (SL3) wurden sequenziert. Die VP1-Aminosäuresubstitutionen T106A im Sabin-Poliovirus 1 und A54V im Sabin-Poliovirus 3 waren bei AFP-Patienten häufig, wie in früheren Studien festgestellt wurde. Weitere mit AFP assoziierte Substitutionen waren: T290A und A54T in SL1 bzw. SL3. Zu den Nukleotidmutationen, die bei den AFP-Patienten häufig auftraten, gehörten T402C, C670A und T816C bei SL1 sowie G22A, C375Y, A472R und A694T bei SL3-Polioviren. Die Charakterisierung von Mutationen, die mit AFP in Zusammenhang stehen, könnte zu den Bemühungen beitragen, das Risiko von aus Impfstoffen stammenden Polioviren zu verringern und die Entwicklung sichererer Impfstoffe zu fördern.

Das Poliovirus gehört zur Spezies Enterovirus C und hat 3 Serotypen; Serotyp 1, 2 und 3. Die Übertragung erfolgt über den fäkal-oralen Weg. Das Virus vermehrt sich im Darm und dringt bei 2 % der infizierten Personen in das Nervensystem ein und vermehrt sich dort, was zu einer Muskellähmung führt, die sich in einer akuten schlaffen Lähmung äußert [1]. Die akute schlaffe Paralyse (AFP) ist klinisch durch plötzlich auftretende Schwäche und Fieber gekennzeichnet. Der Patient weist eine asymmetrische Lähmung und einen verringerten Muskeltonus auf, die Empfindung bleibt jedoch intakt [2].

Das Genom des Poliovirus ist 7,5 kb lang und verfügt über einen offenen Leserahmen, der in vier Strukturproteine ​​(VP1–VP4) und nichtstrukturelle Virusproteine ​​(2A–2C, 3A–3D) übersetzt wird. Das VP1-Protein spielt eine Rolle bei der Virusbindung und wurde zur Typisierung und Verfolgung der Übertragung von Polioviren verwendet [3]. Darüber hinaus wurde gezeigt, dass es phylogenetische Schlussfolgerungen für das gesamte Genom vorhersagen kann, sodass das kleine Protein zur Abschätzung der evolutionären Verwandtschaft von Polioviren verwendet wurde [4]. Die Verpackung und Freisetzung der Virus-RNA wurde dem Aminoende der VP1-Region zugeordnet [5]. Schließlich ist VP1 Teil der Hauptneutralisationsstelle, die selten zum Virusaustritt beiträgt [6, 7].

Die Entwicklung von VP1 des Poliovirus erfolgt aufgrund des Fehlens eines 3′–5′-Exonuklease-Proof-Reading-Mechanismus für die viruskodierte RNA-abhängige RNA-Polymerase [8, 9]. Während der Virusreplikation führt die RNA-Polymerase Mutationen in das Virusgenom ein, von denen einige in der VP1-Region auftreten und gelegentlich mit der Rückkehr zu einem neuropathogenen Merkmal verbunden sind. Die Rate des Fehleinbaus von Basen liegt zwischen 10−5 und 10−3 pro Replikationszyklus [10, 11]. VP1-Substitutionen akkumulieren bei Sabin-ähnlichen Polioviren häufiger als bei wilden Polioviren [12] und treten innerhalb des ersten oder zweiten Monats nach der Verabreichung des oralen Polioimpfstoffs (OPV) auf [13, 14]

Bei Patienten mit AFP wurden zahlreiche Mutationen identifiziert. Dabei handelt es sich in der Regel um stille, synonyme Mutationen, und auf die nicht-synonymen Mutationen wird eine selektive Einschränkung angewendet [15, 16]. Yan et al. [17] identifizierten eine Nukleotidmutation C161U, die zur Substitution A54V in 3 von 4 Sabin-ähnlichen Typ-3-Polioviren führte, die aus einer Gruppe von Hochrisiko-AFP-Patienten entnommen wurden. In einer anderen Studie wurden Aminosäureveränderungen im VP1 der Sabin-Polioviren 1, nämlich H149Y, T106A oder I90L, bei AFP-Patienten mit Restlähmung berichtet [18].

Deattenuierende Mutationen wie T6I im Sabin-Poliovirus 3 [19] und einzelne Mutationen können ebenfalls die Pathogenese verändern; Eine einzelne Mutation (I143T) in der VP1-Region des Sabin-Poliovirus 2 wurde mit Neuropathogenese in Verbindung gebracht [20]. Zahlreiche Mutationen bei AFP-Patienten führen zu impfstoffabgeleiteten Polioviren (VDPV) und werden als VDPV Typ 1, 2 und 3 klassifiziert [21].

Das Ziel dieser Studie war es, VP1-Mutationen von Sabin-Poliovirus-Isolaten vom Serotyp 1 und 3 zu charakterisieren, die mit akuter schlaffer Lähmung in Uganda assoziiert sind. Diese Studie könnte zusätzliche Einblicke in die frühen Ereignisse von aus Impfstoffen stammenden Polioviren liefern und Möglichkeiten für Interventionen eröffnen.

Es handelt sich um eine retrospektive Querschnittsstudie zur Untersuchung von Mutationen, die bei Patienten mit akuter schlaffer Lähmung häufig auftreten. Die Genehmigung zur Durchführung dieser Studie wurde vom ugandischen Gesundheitsministerium, dem Eigentümer der Proben, eingeholt, und das Uganda Virus Research Institute sowie die Forschungs- und Ethikkommission genehmigten die Studie.

Archivierte Poliovirus-Isolate von AFP-Patienten im Alter von 1 Tag bis 180 Monaten wurden durch das routinemäßige nationale AFP-Überwachungssystem identifiziert. Die untersuchten Sabin-Polioviren 1 und 3 wurden zwischen 2010 und 2016 vor der Umstellung von trivalentem OPV (OPV 1, 2 und 3) auf bivalentes OPV (OPV1 und 3) gesammelt. Die Inzidenz von AFP-Patienten lag in diesem Zeitraum zwischen 2,3 und 8,5 % (Daten nicht veröffentlicht). Der beschriebene Prozentsatz stellt die Anzahl der AFP-Patienten dar, die das Poliovirus ausschieden, im Vergleich zur Gesamtzahl der AFP-Patienten, die jährlich gemeldet wurden. Die höchste Rate wurde im Jahr 2016 beobachtet und entsprach der Zeit der verstärkten Polio-Kampagnen vor der Umstellung.

Die Poliovirus-Isolierung wurde hauptsächlich durch Zellkultur unter Verwendung des Rhabdomyosarkoms (RD) und von aus Mäusen stammenden L-Zelllinien (L20B) charakterisiert [22]. Der Poliovirus-Typ wurde dann mithilfe von Echtzeit-Reverse-Transkriptase-Intra-Typic-Differenzierungs- und Vaccine-Derived-Poliovirus-Assays (rRTPCR ITD- und VDPV-Assays) bestätigt [23].

Die RNA-Extraktion wurde aus archivierten Virusisolaten mit dem QIAamp Viral RNA Mini Kit (Qiagen) gemäß dem Protokoll des Herstellers durchgeführt.

Das Verfahren wurde unter Verwendung des Standardprotokolls zur VP1-Gencharakterisierung (CDC Laboratory) übernommen und optimiert. Die Qiagen One Step RT-PCR wurde gemäß dem Protokoll des Herstellers verwendet. Kurz gesagt wurde die RT-PCR zur Amplifikation einer 1,1 kb umfassenden VP1-Region in einer 50-µl-Reaktion durchgeführt, die aus Folgendem bestand: 30,5 µl RNase-freies Wasser; 10,0 µl 5 × Qiagen One Step RT-PCR-Puffer; 2,0 µl dNTPs (jeweils 10 mM); 2,0 µl 5 × Qiagen One Step RT-PCR-Enzymmischung; 1,0 µl Y7R-Primer (40 pmol/µl), 5′GGTTTTGTGTCAGCITGYAAYGA-3′; 1,0 µl Q8-Primer (10 pmol/µl), 5′AAGAGGTCTCTRTTCCACAT-3′; 0,5 µl RNase-Inhibitor (40 U/µl) und 3,0 µl der Vorlage (RNA-Extrakt). Die für die RT-PCR-Reaktionen verwendeten Thermoprofilbedingungen waren wie folgt: Reverse Transkription 50 °C für 30 Minuten, RT-Enzyminaktivierung 95 °C für 15 Minuten; Verstärkung: 94 °C für 30 s, 45 °C für 30 s, 72 °C für 1 min × 35 Zyklen; letzte Verlängerung 72 °C für 10 Min.; und schließlich bei 4 °C stehen lassen.

Ein Gramm (1,00 g) Agarosepulver wurde abgewogen und zu 100 ml 0,5 % TBE-Puffer gegeben, der erhitzt und abgekühlt wurde. Dem Gel wurden vier Mikroliter (4,0 µl) Ethidiumbromid zugesetzt und ein Kamm in der Gussschale positioniert, um Vertiefungen für die Proben zu schaffen. Nachdem sich das Gel verfestigt hatte, wurden die PCR-Produkte in die Vertiefungen geladen. Zur Amplikongröße wurden ein 100 bp großer molekularer DNA-Leitermarker und eine Positivkontrollprobe hinzugefügt, um sicherzustellen, dass das richtige Virusfragment amplifiziert wurde. Die PCR-Produkte wurden 45 Minuten lang bei 130 V im Elektrophoresetank laufen gelassen. Nach der Gelelektrophorese wurden die 1,1 kb großen DNA-Produkte unter ultraviolettem Licht betrachtet und die Bilder zur Dokumentation aufgenommen. Die DNA-Produkte wurden bis zur weiteren Untersuchung bei 20 °C gelagert.

Das Invitrogen Charge Switch PCR Clean-up Kit wurde gemäß dem Protokoll des Herstellers verwendet. Kurz gesagt, die Bindung von cDNA wurde erreicht, wenn 50 µl des Reinigungspuffers und 50 µl PCR-Produkt zusammen mit 10 µl der Charge Switch-Magnetkügelchen in einem Mikrozentrifugenröhrchen gemischt und eine Minute lang bei Raumtemperatur inkubiert wurden. Die Mischung wurde dann auf ein Magna-Gestell gestellt und der Überstand entfernt und verworfen. Die an die Perlen gebundene komplementäre DNA (cDNA) wurde zweimal mit 150 µl Waschpuffer für jede Probe gewaschen. Die Probe wurde erneut aus dem Rack entnommen und 50 µl des Elutionspuffers hinzugefügt. Die Perlen und der Puffer wurden durch vorsichtiges Pipettieren gemischt. Die Mischung wurde wieder auf das Magna Rack gestellt und 1 Minute lang inkubiert. Der Überstand, der die gereinigte cDNA enthielt, wurde gesammelt, mittels Nanodrop quantifiziert und bei –20 °C gelagert.

Das Zyklussequenzierungskit Big Dye Terminator v3.1 wurde gemäß dem Protokoll des Herstellers verwendet. Kurz gesagt wurde eine 10,0 µl Sequenzierungsreaktion aufgebaut, bestehend aus: 5,0 µl RNase-freiem H20, 1,0 µl Sequenzierungspuffer × 5, 1,0 µl Primer (3,2 pmol) (hauptsächlich 246S/249S/249A/Q8 für SL1 oder 248S/251S/261A). /Q8 für SL3), 2,0 µl Big Dye und 1,0 µl [cDNA] (20–40 ng). Die Sequenzierungs-Positivkontrollreaktion bestand aus: 4,5 µl dH20, 1,0 µl Seq. Puffer, 1,25 µl Primer M13, 2,0 µl Big Dye und 1,25 µl pGEM DNA. Für die Sequenzierungsreaktionen wurde die folgende Thermoprofilbedingung verwendet: Amplifikation 95 °C für 15 s, 42 °C für 15 s, 60 °C für 4 min für 25 Zyklen und Halten bei 4 °C. Anschließend wurde die DNA bei –20 °C gelagert.

Die Reinigung des Sequenzierungsprodukts wurde mit dem Clean SEQ von Agencourt gemäß dem Protokoll des Herstellers mit einer Modifikation durchgeführt. Kurz gesagt, jeder Probe wurden 10 µl der Magnetkügelchen zugesetzt. Der Probe wurden zweiundvierzig (42) µl 85 %iges Ethanol zugesetzt und gemischt, um eine homogene Mischung zu bilden. Um die DNA-Bindung zu verstärken, wurde die Platte 5 Minuten lang stehen gelassen, bevor sie auf den Magneten gelegt wurde (Modifikation). Anschließend wurde die Platte 5 Minuten lang auf den magnetischen Agencourt-Block gelegt. Der Überstand wurde entfernt und jede Vertiefung wurde zweimal mit 85 %igem Ethanol gewaschen, während sich die Platte auf dem Magneten befand. Die Platte wurde 10 Minuten lang bei Raumtemperatur trocknen gelassen. Anschließend wurden 42 µl 0,1 mM EDTA (Elutionspuffer) zugegeben und die Platte 5 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert, um die DNA zu eluieren. Dreißig (30) µl der klaren Lösung, die die eluierte DNA enthielt, wurden vorsichtig mit einer Pipette entfernt, um sicherzustellen, dass keine Perlen verschleppt wurden. Das DNA-Produkt wurde in die neuen Vertiefungen überführt und konnte auf den Detektor geladen werden. Die Platte wurde mit einem Septum verschlossen und bei –20 °C gelagert, bis sie auf dem 3500 ABI Genetic-Analysegerät getestet wurde.

Die vollständigen VP1-Contigs wurden mit der Sequencher-Software 4.10.1 zusammengestellt. Die Ausrichtung der Konsensussequenzen und die phylogenetische Inferenz wurden mit der Sequenzanalysesoftware Mega 7.0 durchgeführt (24). Anschließend wurden in jedem unabhängigen Alignment konservative und nicht-konservative Mutationen in VP1 identifiziert. Die Identifizierung von Nukleotid- und Aminosäuremutationen erfolgte durch Tally, wenn Änderungen in Nukleotid- und Aminosäureresten mit dem Referenz-Sabin-Poliovirus 1 und 3 verglichen wurden. Mutationen wurden als Punktnukleotid- und Aminosäureunterschiede in den VP1-Sequenzausrichtungen der Studie erfasst.

Poliovirus-VP1-Sequenzen von Ausbrüchen im Zusammenhang mit zirkulierenden VDPVs [25] wurden vom National Center for Biotechnology Information (NCBI) heruntergeladen und analysiert. Neunundfünfzig (59) und 24 Sequenzen von SL1 und SL3 waren verfügbar. Die beschriebenen VP1-Mutationsstellen der Studie wurden mit denen verglichen, die in Viren aus den gemeldeten Ausbrüchen identifiziert wurden.

Die untersuchten Studienproben wurden freundlicherweise aus dem routinemäßigen nationalen AFP-Überwachungssystem bezogen und die gemeldeten Daten stammten aus dem „Poliomyelitis/AFP-Untersuchungsdatenerfassungstool für akute Erkrankungen“. Das klinische Erscheinungsbild, die Impfgeschichte sowie die vorläufige Probenverfolgung wurden über das Sammeltool abgerufen. Für die AFP-Fälle, in denen die Sabin-ähnlichen Viren isoliert wurden, wurde eine Sabin-Follow-up-Untersuchung durchgeführt.

Das VP1-Sequenzierungsprotokoll wurde in erster Linie für die Erkennung von Polio-Sequenzen optimiert. Aus den archivierten Poliovirus-Isolaten wurden insgesamt 79 SL1 und 86 SL3 sequenziert. Insgesamt gab es 65 SL1-, 81 SL3- und 16 Mischungen aus SL1- und SL3-Polioviren. Zwei (2) SL1- und 7 SL3-Sequenzen schlugen bei der Sequenzierung fehl und 4 SL3 fehlten. Im Sabin-Poliovirus 1 und 3 wurden 29 bzw. 50 Mutationen beobachtet. Die identifizierten Nukleotid- und Aminosäuremutationen sind jeweils unten in den Tabellen 1 und 2 aufgeführt.

In dieser Studie wurden konservative und nichtkonservative Veränderungen beschrieben. Eine Nukleotidsubstitution, die die entsprechende Aminosäureeigenschaft im Protein verändert, wird als nicht konservative Substitution („NC“) bezeichnet, wohingegen eine Nukleotidsubstitution, die die Aminosäureeigenschaft im Protein nicht verändert, als konservative Substitution („C“) bezeichnet wird ( siehe Tabellen 1 und 2 unten).

Es gab mehr VP1-Mutationen für Sabin-Poliovirus 3 als für Sabin-Poliovirus 1 (SL1). Die SL1-Viren enthielten 29 Mutationen mit 4 nicht-konservativen Substitutionen im Vergleich zu SL3, das 50 Mutationen mit 3 nicht-konservativen Substitutionen enthielt.

Eine ergänzende Darstellung der VP1-Nukleotidmutationen für SL1- und SL3-Sequenzen ist in Tabelle 3 nach dem Text dargestellt.

In Tabelle 3 wurden insgesamt 24 SL1- und 33 SL3-VP1-Mutanten identifiziert. Die Häufigkeit der Nukleotidmutationen für SL1 und SL3 kann auch aus Tabelle 3 abgeleitet werden. Die häufigsten Nukleotidmutationsstellen (die mehr als einmal auftraten) in SLI waren: A316R/G, T402C, C670A, T816C und G870R, und die in SL3 waren: G22A/R, G160A, C161T, C375Y, A472R und A694T/W. Die geschätzte VP1-Mutationsrate für SL1- und SL3-Viren beträgt in dieser Studie 4,1 × 10–4 (29 × 100/79 × 906) bzw. 5,2 × 10–4 (50 × 100/86 × 900).

Eine Karte von Uganda, die die Ursprungsbezirke der nichtkonservativen VP1-Mutationen bei AFP-Patienten zeigt, ist in Abb. 1 unten dargestellt.

Karte von Uganda mit den Ursprungsbezirken der nichtkonservativen VP1-Mutationen bei AFP-Patienten

Die nicht-konservativen VP1-Mutanten wurden zu bestimmten Zeiten in Bezirken im ganzen Land identifiziert. Um die Variation der VP1-Sequenz besser zu verstehen, wurde eine Phylogenie-Inferenz auf die Referenz-Sabin-Polioviren 1 und 3 durchgeführt (Daten nicht gezeigt). Zwischen den Sequenzen von Sabin 1 und 3 gab es eine minimale Nukleotiddivergenz, das Isolat UGA-16-3603/4 wich jedoch vom Referenz-Sabin-Poliovirus 3 ab. Die beschriebenen Mutationsstellen in der Studie VP1 wurden mit denen verglichen, die in Viren aus den gemeldeten cVDPV-Ausbrüchen identifiziert wurden. Mutation T106A in SL1-Viren; und A54V und M105T in SL3-Viren existierten auch in den VDPVs [25, 26].

Tabelle 4 zeigt die Beziehung der OPV-Dosis zu den in SL1 und SL3 identifizierten Mutationen.

Siebenundsechzig Prozent (67 %) der in Tabelle 4 oben ausgewählten AFP-Patienten hatten ausreichende OPV-Dosen erhalten. Akute schlaffe Lähmungen waren im Vergleich zu SL1-Isolaten mit mehreren VP1-Mutationen in SL3 verbunden. Die oben untersuchten Kinder erholten sich ohne Restlähmung.

Der Mann-Whitney-Test wurde verwendet, um den Zusammenhang zwischen dem „Intervall von der Impfung bis zur Probenentnahme“ und „VP1-Mutationen“ festzustellen. Die Bewertung wurde durch die fehlenden Daten eingeschränkt; Bei vielen Kindern fehlte das Impfdatum. Pro Kind werden zwei Proben erwartet; Um die Verzerrung wiederholter Messungen zu vermeiden, wurde eine Probe pro Kind berücksichtigt und 42 % der Proben analysiert. Es gab keinen Unterschied im „Impfintervall“ für Kinder, die eine Mutation(en) aufwiesen, und solche, die keine Mutation aufwiesen (p-Wert 0,867).

In den Proben, die zwischen 2010 und 2016 gesammelt wurden, wurden weder aus dem Impfstoff stammende Polioviren noch Wildtyp-Polioviren nachgewiesen. Es wurde kein Poliovirus Typ 2 identifiziert, da die Virussequenzierung nach der Umstellung von trivalentem auf bivalentes OPV durchgeführt wurde, als die Arbeit an Polioviren vom Typ 2 eingestellt wurde Eindämmung des Globalen Aktionsplans der WHO (GAP III). Alle Poliovirus-Typ-2-Isolate wurden vernichtet und nur SL1- und SL3-Isolate untersucht. Es gab 29 Mutationen gegenüber 4 nicht-konservativen Mutationen für Sabin-Poliovirus 1 und 50 Mutationen gegenüber 3 nicht-konservativen Mutationen für Sabin-Poliovirus 3, was eine robuste negative Selektion für Sabin-Poliovirus 3 impliziert. Mehrere Aminosäuresubstitutionen waren bei den SL1- und SL3-Isolaten häufig Dazu gehörten T106A, T290A, A54V und A54T.

Für SL1 wurde T106A in den Jahren 2011, 2014 und 2015 in drei Isolaten von Kindern identifiziert, die in verschiedenen Distrikten lebten, nämlich Soroti, Kyankwanzi und Bududa. Kyankwazi und Bududa sind 530 km voneinander entfernt und es wurde ein Zeitraum von 8 Monaten für die Viruserkennung festgestellt. Die Entfernung und das Zeitintervall der Verarbeitung der Proben ließen keinen möglichen epidemiologischen Zusammenhang erkennen. Die Mutation T290A in SL1 wurde 2012 auch bei drei AFP-Patienten aus dem Bezirk Tororo gemeldet; und die Distrikte Kween und Bushenyi im Jahr 2015. Bushenyi und Kween sind 631 km voneinander entfernt und das Zeitintervall für die Probenverarbeitung für die beiden Viren betrug 1 Monat. Eine Einschränkung der Studie bestand darin, dass Proben aus anderen Ländern, die etwa zur gleichen Zeit wie die Identifizierung der Mutation verarbeitet wurden, aus ethischen Gründen nicht einbezogen und sequenziert werden konnten.

Eine weitere Mutation A54V wurde in SL3 identifiziert und in drei Isolaten aus den Distrikten Soroti, Iganga und Rubirizi nachgewiesen. Isolate aus Soroti und Iganga wurden im Jahr 2012 identifiziert, während das Isolat aus Rubirizi im Jahr 2014 identifiziert wurde. Die im selben Jahr identifizierten Proben wiesen einen Unterschied von 5 Monaten in der Verarbeitungszeit auf. Auch hier war der Zeitraum nicht für einen epidemiologischen Zusammenhang geeignet. An der gleichen Position A54T wurde eine weitere Mutation nachgewiesen. Diese Mutation wurde auch in den Jahren 2011, 2014 und 2015 bei drei AFP-Patienten aus den Distrikten Maracha, Oyam und Mityana nachgewiesen. Der Bezirk Oyam liegt 320 km vom Bezirk Mityana entfernt und die beiden Viren aus beiden Bezirken wurden innerhalb eines Zeitintervalls von 8 Monaten entdeckt. Eine VP1-Aminosäuresubstitution an Position 106 für SL1 und 54 für die SL3-Viren kam sowohl in den AFP- als auch in den berichteten VDPV-Sequenzen vor. Mutationen an diesen Stellen könnten mit aus Impfstoffen stammenden Polioviren in Zusammenhang stehen.

Die Virussequenz UGA-16-3603/4 wurde von einem 2 Monate alten Kind erhalten, das einen Tag nach der OPV1-Behandlung AFP entwickelte. Das nachgewiesene Isolat enthielt 4 Mutationen und wich von der SL3 VP1-Referenzsequenz ab. Es ist unwahrscheinlich, dass sich das Virus innerhalb eines Tages nach Erhalt des Impfstoffs beim Empfänger entwickelt hat. Es gibt zwei mögliche Szenarien; Der Mutant könnte sich aus der ersten OPV-Dosis entwickelt haben oder es könnte sich um eine Ausbreitung in der Umwelt gehandelt haben. Das Kind lebte im Distrikt Bududa, der während des Studienzeitraums eine suboptimale tOPV + 3-Abdeckung aufwies [27]. Dieser Bezirk ist einer der schwer erreichbaren Bezirke mit Naturkatastrophen durch Erdrutsche.

Es wäre interessant zu wissen, ob sich unter den AFP-Kindern, die das Virus ausschieden, immungeschwächte Kinder befinden. Es ist nicht möglich, solche Kinder in dieser Studie zu identifizieren, da Proben für die AFP-Überwachung nur zu zwei Zeitpunkten innerhalb eines Intervalls von 24–48 Stunden entnommen werden.

Insgesamt kam es bei den AFP-Patienten aus den verschiedenen Regionen Ugandas nicht zu Polioviren, die aus dem Impfstoff stammten, was bedeutet, dass die Immunität der Bevölkerung ausreichend war und in der Lage war, die Übertragung zu unterbrechen. Die nationale OPV3+-Abdeckung lag während des Untersuchungszeitraums zwischen 80 und 90 % [28]. In den Jahren 2012, 2015 und 2016 wurden landesweit Polio-Kampagnen durchgeführt. Darüber hinaus wurden auch gezielte Kampagnen in den Hochrisikoregionen für die Übertragung von VDPV und Polio-Wildviren durchgeführt.

In dieser Studie wurden mehrere VP1-Mutationen beschrieben und gestützt, die bei AFP-Patienten häufig vorkommen. Die generierten Daten könnten Innovationen zur Entwicklung sicherer abgeschwächter Impfstoffe unterstützen.

In dieser Studie wurden Virusisolate verwendet und kulturadaptierte Viren könnten eine Verzerrung darstellen. Aufgrund einer Lücke in der Dokumentation war es nicht möglich, „OPV-Dosen“ und „Impfintervall“ angemessen mit „VP1-Mutationen“ in Verbindung zu bringen.

Alle während dieser Studie generierten Daten erscheinen im veröffentlichten Artikel.

Virusprotein 1

Akute schlaffe Lähmung

Vom Impfstoff abgeleitetes Poliovirus

Sabin-ähnliches Poliovirus 1

Sabin-ähnliches Poliovirus 3

Ribonukleinsäure

Oraler Polio-Impfstoff

Rhabdomyosarkomzellen

Maus-L-Zellen, die für das Poliovirus spezifisch sind

Polymerase Kettenreaktion

Echtzeit-Reverse-Transkriptase-PCR

Intratypische Differenzierung

Zentren für Krankheitskontrolle und Prävention

Tris-Borat-EDTA

Desoxyribonukleinsäure

Komplementäre DNA

Ethylendiamintetraessigsäure

Konservative Aminosäuresubstitution

Nichtkonservative Aminosäuresubstitution

Nationales Zentrum für biotechnologische Informationen

Weltgesundheitsorganisation

Globaler Aktionsplan III

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Referenzen herunterladen

Die in dieser Studie verwendeten Primer wurden freundlicherweise von Cara Burns gespendet. Sie überprüfte das Manuskript kritisch und half zusammen mit Qi Chen bei der Optimierung des VP1-Sequenzierungsprotokolls. Das WHO-Länderbüro und die Regierung Ugandas boten logistische Unterstützung an. Der Dank gilt außerdem dem Generaldirektor für Gesundheitsdienste des Gesundheitsministeriums, Dr. Henry G. Mwebesa, und dem Management des Uganda Virus Research Institute für die fortgesetzte administrative Unterstützung; und an Herrn Samuel Ofori Gyasi für seine Unterstützung bei der Datenpräsentation. Unser Dank gilt auch den Eltern und Kindern, die Proben gespendet und die Durchführung dieser Studie ermöglicht haben.

Die Weltgesundheitsorganisation und die Regierung Ugandas unterstützten diese Arbeit.

Uganda Virus Research Institute, Plot 51-59 Nakiwogo Road, PO Box 49, Entebbe, Uganda

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WHO-Länderbüro, Postfach 24578, Kampala, Uganda

Proscovia-Werke

Weltgesundheitsorganisation AFRO, Ost- und Südafrika (ESA), 82-86 Enterprise Road, Highlands, Belvedere, PO Box BE 773, Harare, Simbabwe

Charles Rutebarika vom Leben

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Konzeptualisierung MBN; Methodik MBN, HB, PN, PT, MB, RD, JPE, MT, PK, BB und JB, formale Analyse HB, MBN; Verfassen des ursprünglichen MBN-Entwurfs; Schreiben – Überprüfen und Bearbeiten von PT, CRB, MBN, BB, JB; Aufsicht CRB, BB, JB; und Verwaltung BB, JB, CRB. Alle Autoren haben die veröffentlichte Version des Manuskripts gelesen und ihr zugestimmt.

Korrespondenz mit Mary Bridget Nanteza.

Die ethische Genehmigung und der Verzicht auf die Einwilligung wurden vom Uganda Virus Research Institute, Research and Ethics Committee, Referenz: GC/127/878 bzw. GC/127/002, eingeholt.

Die Veröffentlichung dieser Daten wurde vom Gesundheitsministerium Ugandas genehmigt, Referenz: ADM.105/261/80.

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden Interessen haben.

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Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht durch gesetzliche Vorschriften zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/. Der Creative Commons Public Domain Dedication-Verzicht (http://creativecommons.org/publicdomain/zero/1.0/) gilt für die in diesem Artikel zur Verfügung gestellten Daten, sofern in einer Quellenangabe für die Daten nichts anderes angegeben ist.

Nachdrucke und Genehmigungen

Nanteza, MB, Bakamutumaho, B., Tushabe, P. et al. Entwicklung des Sabin-Poliovirus-Proteins 1 (VP1) bei Patienten mit akuter schlaffer Lähmung von 2010 bis 2016 in Uganda. Virol J 20, 172 (2023). https://doi.org/10.1186/s12985-023-02143-7

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Eingegangen: 12. Oktober 2022

Angenommen: 26. Juli 2023

Veröffentlicht: 02. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s12985-023-02143-7

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